Для отработки версии причины микробной контаминации были повторно отобраны пробы сухой донорской плазмы, спирта этилового и смывы со стерильных флаконов и рук медперсонала. Посевы полученного материала проводили в боксе на 1 %-ном сахарном бульоне, тиогликолевой среде, бульоне Сабуро согласно инструкции по бактериологическому контролю комплекса санитарно-гигиенических мероприятий и приложению N 2 к Приказу МЗ СССР от 31 июля 1978 г. N 720. Посевы на 1 %-ном сахарном бульоне, тиогликолевой среде помещали в термостат на 14 сут при температуре 37°С, посевы на среде Сабуро — при 22°С на тот же срок. Ежедневно проводился просмотр посевов.
Одновременно определяли микробную контаминацию спирта по методике, изложенной в приложении N 1 к Указанию МЗ БССР от 3 февраля 1988 N 4-3/396:100 мл спирта фильтровали через мембранный фильтр Владипор N 6 с помощью вакуумного насоса. Фильтры предварительно стерилизовали кипячением в дистиллированной воде в течение 30 мин. По окончании фильтрации фильтр промывали 1%-ной пептонной водой, затем извлекали его из установки, разрезали стерильными ножницами на 2 части. Одну из частей нижней стороной помещали на поверхность 5%-ного кровяного агара, другую — на среду Сабуро.
Чашки с кровяным агаром после двухчасовой прединкубации в темноте при комнатной температуре выдерживали в термостате при 30—32°С в течение 7 сут, фильтры на среде Сабуро — то же время при комнатной температуре в затемненном месте.
Кроме того, проведено эпидемиологическое расследование и экспертиза технологических регламентов.
Результаты бактериологического контроля стерильности по данным бактериологических лабораторий
Результаты и обсуждение
Посев 70%- и 95%-ного спирта на 14-е сутки инкубации дал микробный рост.
Аналогичные результаты были получены при параллельных исследованиях в бактериологических лабораториях областного и городского центров гигиены и эпидемиологии (табл.).
Мазки сделаны и окрашены по Граму , в них обнаружены грамположительные споровые палочки. Проведена их идентификация. Выявлены положительные тесты на ЛВА, гемолиз, маннит, глюкозу в анаэробных условиях и в среде Симмонса, в среде Козера они были отрицательные. Во всех изученных образцах на микробиологическую частоту была высеяна одна и та же флора — В. polymyxa.
Эта грамположительная спороносная флора живет в почве и объединяет 4 разновидности сапрофитов: В. megatenum, В. pumilitis, В. cereus, В. subtilis. Названные бациллы встречаются в кале, моче, полости рта, на наружных половых органах. Все они по ряду морфологических и антигенных признаков сходны. Спорообразование обеспечивает высокую резистентность и долгую сохранность возбудителя во внешней среде. Под воздействием прямого солнечного света и обычных дезинфицирующих растворов споры сохраняют жизнеспособность часами и даже сутками [4].
Высокие концентрации спирта этилового (95% и 70%) обычно оказывают микробоцидное или микробостатическое действие на грамположительные и грамотрицательные бактерии, некоторые виды грибов. Механизм действия спирта состоит в необратимой коагуляции белков и в воздействии на мембрану клетки. Однако споры бактерий устойчивы к воздействию спирта, чем и объясняются результаты исследований [2]. Оказавшись в такой благодатной для роста бактерий среде, как плазма крови и ее производные, споры этих бактерий могут явиться причиной посттрансфузионного бактериального сепсиса.
Экспертами установлено, что спирт был из одной партии производства и завоза госучреждениям. Каких-либо особенностей или нарушений правил его получения, хранения и применения не было. Этап инфицирования спирта В. polymyxa установить, к сожалению, не представилось возможным.
Таким образом, этиловый спирт должен быть включен в список антисептических средств, потенциально подверженных микробной контаминации.
Выводы
- 1. Для обеспечения надежности подготовительных этапов производства биопрепаратов крови и профилактики посттрансфузионных осложнений целесообразно
- их технологический регламент дополнить
- предварительной мембранной фильтрацией спирта этилового.
- 2. Для профилактики ятрогенных инфекций необходимо исследовать готовые спиртсодержащие лекарственные формы на микробную контаминацию.
ЛИТЕРАТУРА
- 1.Гудкова Е. И., Красильников А, П. //Лаб. дело.— 1991.— N 1.— С. 59—61.
- 2. Красильников А. П. Справочник по антисептике.— Минск: Выш. шк., 1995.
- 3. Нейчев С. Клиническая микробиология: Пер. с болг.— София, 1977.
- 4. Общая и частная эпидемиология / Под ред. И. И. Елкина.— М., 1973.— Т. 1.
- 5. Хасан Т. X, Красильников А. П., Крылов И. А // Акт. вопр. клинич. микробиологии.— М„ 1988— С. 191—193.
- 6. Lebek G. Genebsche Grundlagen derResis-tenzentwieklung von Microorganismen gegenuber Antiseptlka: Handbuch der Antiseptik.— Berlin, 1981.— Bd 1/2.— S. 170—186.
- 7. Rotter M. L. // Klinische Antiseptik.— Berlin, 1993 — S. 67—82.
- 8. Rutala W. A., Cole E. C. //Infect. Contr. — 1986.— N 5.— P. 215—218.
- ETHYL ALCOHOL MICROBIAL CONTAMINATION
- В. M. Goldinberg, I. Ye. Dubnikov, V. P. Putnikova, L. A. Kudelko
- While fullfilling bacteriologic control of two types of the blood preparations all the samples were found to be nonsterile as well as the medical personnel's hands washes-off, the cause of that being the B. polymyxa contamination of the 70% and 95% ethyl alcohol. The authors suggest that for making blood preparations and alcohol-containing drugs alcohol should be membrane-strained.